خانم نیلوفر محمدی فشارکی¹

تاثیر برخی بسترهای غذایی جامد در اسپورزایی جدایهStreptomyces carpaticus UTS49 و کنترل نماتد ریشه‌گرهی Meloidogyne javanica در گوجه‌فرنگی

مقاله 5، دوره 86، شماره 1 - شماره پیاپی 106، بهار و تابستان 1397، صفحه 51-60  


اصل مقاله (156.1 K)

Downloads\Documents\JAEP_Volume 86_Issue شماره 1_Pages 51-60.pdf

نوع مقاله: مدیریت آفات و بیماری‌های گیاهی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22092/JAEP.2018.115192.1186

نویسندگان

نیلوفر محمدی فشارکی¹؛ کیوان بهبودی  ²؛ رامین حیدری²

¹دانشجوی کارشناسی ارشد بیماری‌شناسی گیاهی؛ گروه گیاهپزشکی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تهران، کرج، ایران

²دانشیار؛ گروه گیاهپزشکی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تهران، کرج، ایران

چکیده

نماتدهای ریشه‌گرهی به عنوان انگل اجباری گیاهان دارای پراکنش وسیع در جهان هستند. اعضای این جنس به بیش از 3500 گونه‌ی مختلف از گیاهان آوندی حمله می‌کنند. گونه‌های Streptomyces از جمله باکتری‌های گرم مثبتی هستند که خاصیت نماتدکشی آن‌ها در چندین مورد به اثبات رسیده است. در این تحقیق تأثیر بسترهای غذایی جامد (دانه ارزن و دانة گندم) بر توان اسپوردهی Streptomyces carpaticus UTS49، میزان کلونیزاسیون ریزوسفر گیاهچه گوجه‌فرنگی و توانایی کنترل نماتد ریشه‌گرهی Meloidogyne javanica بررسی شد. نتایج نشان داد جدایهS. carpaticus UTS49 قادر به کنترل نماتد ریشه گرهی در شرایط آزمایشگاه بود و بررسی برای امکان انبوه‌سازی آن با مواد ارزان قیمت انجام شد. در این بررسی بهترین بستر غذایی Streptomyces، دانه گندم تعیین شد که این بستر علاوه بر افزایش قدرت کنترلی آنتاگونیست علیه نماتد (71% مرگ‌و‌میر لارو سن دوم و 22/33% کاهش تفریخ تخم)، باعث افزایش رشد گیاه و قدرت کلونیزاسیون ریشه گوجه‌فرنگی توسط باکتری نیز شد. همچنین دانه گندم-استرپتومایسس بر رشد هوایی و ریشه‌دهی گیاه گوجه‌فرنگی اثر مثبت داشت. 

کلیدواژه‌ها

اسپور‌دهی؛ انبوه سازی؛ آنتاگونیست؛ دانه گندم؛ کلونیزاسیون

موضوعات

کنترل بیولوژیک بیماری‌های گیاهی

عنوان مقاله [English]

Effect of some solid nutrient state substrates on sporulation of Streptomyces carpaticus UTS49 and control of Meloidogyne javanica in tomatoes

نویسندگان [English]

N. MOHAMMADI FESHARAKI¹؛ K. BEHBOUDI²؛ R. HEIDARI²

¹M.Sc. Student of Plant Pathology, Department of Plant Pathology, College of Agriculture, University of Tehran, Karaj, Iran

²Associate professor; Department of Plant Pathology, College of Agriculture, University of Tehran, Karaj, Iran

چکیده [English]

Root-knot nematodes (Meloidogyne spp.) are obligate plant parasites distributed worldwide. The genus almost parasitize about 3500 species of different vascular plants. The gram-positive bacteriaof thegenus Streptomyces have nematicide trait. The effects of millet and grain substrates on the sporulation of Streptomyces carpaticus UTS49, antagonistic ability on Meloidogyne javanica, the growth of tomato seeding and colonization of the rhizosphere were studied. As a result, the antagonists were able to control of root- knot nematode in vitro. Mass production of antagonists conducted with the cheap materials. The result indicated that the best substrate for S. carpaticus was wheat grain. This substrate showed high biocontrol ability against nematode with 71% mortality of the second stage juveniles (J2), reduction of 22/33% of eggs hatching, strong ability of colonization and growth-promotion on tomato. Wheat grain-Streptomyces had a positive effect on shoots and root growth of tomato.

کلیدواژه‌ها [English]

Antagonists, colonization, mass production, sporulation, wheat grain

مراجع

BARKER, K. R. 1985. Nematode extraction and bioassays, In: Barker KR, Carter CC and JN Sasser (eds), An advance treatise on Meloidogyne, Vol. ii, Methodology. North Carolina State University Graphics, pp. 19–35.

DIMKPA, C., A. SVATOŠ, D. MERTEN, G. BÜCHEL and E. KOTHE, 2008. Hydroxamate siderophores produced by Streptomyces acidiscabies E13 bind nickel and promote growth in cowpea (Vigna munguiculata L.) under nickel stress. Canadian Journal of Microbiology, 54 (4): 163-172.

EINI, S. 2013. Assesment of rhizosphere Streptomyces of cucomber for biocontrol of Sclerotinia sclerotiorum [Dissertation].Karaj: Tehran Univ,

ELLAIAH, P., K. ADINARAYANA, Y. BHAVANI, P. PADMAJA and B. SRINIVASULU, 2002. Optimization of process parameters for glucoamylase production under solid state fermentation by a newly isolated Aspergillus species. Process Biochemistry, 38 (4): 615–620.

HUANG, X., N. ZHAO and K. ZHANG, 2004. Extracellular enzymes serving as virulence factors in nematophagous fungi involved in infection of the host. Research in Microbiology, 155 (10): 811-816.

HUSSEY, R. S. and K. R. BARKER, 1973. A comparison of method of collecting inoculation for Meloidogyne spp. including a new technique. Plant Disease, 57: 1025-1028.

HUSSEY, R. S. and G. J. W. JANSSEN, 2002.  Root-Knot Nematodes: Meloidogyne species, In: Starr, J. L, Cook,R and Bridge,J (eds), Plant resistance to parasitic nematodes. CAB International, Wallingford, Oxon, UK, pp. 43-70.

JAYAKUMAR, J. 2009. Streptomyces avermitilis as a biopesticide for the management of root knot nematode, Meloidogyne incognita in tomato. Karnataka Journal of Agricultural Science, 22:564-566.

KAUR, T. and R. K. MANHAS, 2014. Antifungal, insecticidal, and plant growth promoting potential of Streptomyces hydrogenans DH16. Journal of Basic Microbiology, 54 (11): 1175–1185.

KAURA, T., S. JASROTIAB, P. OHRIB, M. KUMARI, 2016. Revaluation of in vitro and in vivo nematicidal potential of amultifunctional streptomycete, Streptomyces hydrogenans strain DH16against Meloidogyne incognita. Microbiological Research, 192: 247–252.

KIM, S., S. KANG, J. KIM, Y. LEE and S. HONG, 2011. Biological control of root-kont nematode by Streptomyces sampsonii KK1024. Korean Journal of Soil Science Fertility, 44 (6): 1150-1157.

KLOEPPER, J., S. TUZUN and J. KUC, 1992. Proposed definitions related to induced disease resistance. Journal of Biocontrol Science and Technology, 2 (4): 349-351.

LOPEZ-ILORCAL, V., J. G. MACIA-VICENTE and H. B. JANSSON, 2008. Mode of action and interaction of nematophagous fungi. In: Ciancio A. and Mukerji K. G. (eds) Integrated Management and Biocontrol of Vegetable and Grain Crops Nematodes, pp.  51-76.

MALKAWI, H. I., I. SAADOUN, F. A. MOUMANI and M. M. MEQDAM, 1999. Use of rapid PCR fingerprinting to detect genetic diversity of soil Streptomyces isolates. New Microbiology, 22 (1): 53-58.

MEYER, S. L. F., R. N. HUETTEL, X. Z. LIU, R. A. HUMBER, J. JUBA and J. K. NITAO, 2004. Activity of fungal culture filtrates against soybean cyst nematode and root-knot nematode egg hatch and juvenile motility. Nematology, 6: 23–32.

PAPAVIZAS, G. C. and R. D. LUMSDEN, 1982. Improved medium for isolation of Trichoderma spp. from soil. Plant Disease, 66: 1019–1020.

RAMANUJAM, B., R. D. PRASAD, S. SRIRAM and R. RANGESWARAN, 2010. Mass production, formulation, quality control and delivery of Trichoderma for plant disease management. Journal of Plant Protection Sciences, 2 (2): 1-8.

RUANPANUN, P., N. TANGCHITSOMKID, K. D. HYDE and S. LUMYONG, 2011. Actinomycetes and fungi isolated from plant-parasitic nematode infested soils: screening of the effective biocontrol potential, indole-3- acetic acid and siderophore production. World Journal of Microbiology Biotechnology, 27: 1373-1380.

SASSER, J. N. and C. C. CARTER, 1985. An advance treatise on Meloidogyne. North Carolina State University Graphics, pp. 422

SARGIN, S., Y. GEZGIN, R. ELTEM and F. VARDAR, 2013. Micropropagule production from Trichoderma harzianum EGE-K38 using solid-state fermentation and a comparative study for drying methods. Turkish Journal of Biology, 37: 139-146.

SCHAAD, N. W., J. B. JONES and W. CHUN, 2001. Laboratory guide for identification of plant pathogenic bacteria. 3nd Ed. APS Press.

SIDDIQUI, I. A., M. AMER ZAREEN, M. JAVAD ZAKI, and S. S. SHAUKAT, 2001. Use of Trichoderma species in the control of Meloidogyne javanica, Roor-rot nematode in the Okra and Mungbean. Pakistan journal of Biological sciences, 4(7): 846-848.

SOARES, A. C. F., C. S. SOUSA, M. S. GARRIDO and J. O. PEREZ, 2007. Production of Streptomyces inoculum in strelized rice. Scientica Agricola, 64: 641-644.

TAKATSU, T., N. HORIUCHI, M. ISHIKAWA, K. WANIBUCHI, T. MORIGUCHI and S. TAKAHASHI, 2003. A novel nematocide from Streptomyces lavendulae SANK 64297. Journal of Antibiotics, 56: 306-309.

VERMA, M., K. B. SATINDER, R. D. TYAGI, R. Y. SURAMPALLI and J. R. VALERÓ, 2007. Starch industry wastewater as substrate for antagonist, Trichoderma viride production. Bioresource Technology, 98: 2154-2162.

WITKOWSKA, D., A. KANCELISTA, A. WILCZAK, R. STEMPNIEWICZ, M. PASŁAWSKA, M. PIEGZA W. ŁABA and M. SZCZECH, 2016. Survivability and storage stability of Trichoderma atroviride TRS40 preserved by fluidised bed drying on various agriculture by-products. Biocontrol Science and Technology, 12(26): 1591–1604.

ZAHED, M. J. 2016. Assesment of rhizosphere Streptomyces of tomato for biocontrol of Fusarium oxysporum f.sp. radicis-lycopersici [Dissertation]. Karaj: Tehran Univ.

ZHANG, S. W., Y. T. GAN and B. L. XU, 2014. Efficacy of Trichoderma longibrachiatum in the control of Heterodera avenae. Biocontrol, 59: 319–331.

آمار

تعداد مشاهده مقاله: 175

تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 61

http://jaenph.areo.ir/article_116097.html